Мировые достижения геномного редактирования в области свиноводства

Представлен обзор основных мировых достижений редактирования генома свиней с использованием системы CRISPR/Cas9, в частности модификации генов (MSTN, IGF2, ZBED6, UCP1, LGALS12, APOE, vWF), для повышения продуктивных характеристик и хозяйственно полезных свойств, а также генов устойчивости животных к заболеваниям (APN, CD163, SRCR5, RSAD2). Большой интерес представляет изучение опыта применения этого инновационного инструмента для получения свиней с заданными признаками. Развитие молекулярно-генетических исследований, открытие взаимосвязей ген – фенотип обеспечило платформу, необходимую для модификации конкретных генов, чтобы значительно сократить репродуктивные циклы и повысить эффективность разведения свиней. Появившаяся относительно недавно система CRISPR/Cas9 уже нашла применение во многих передовых областях исследований, однако в задачах развития свиноводства, в том числе за счет получения трансгенных пород свиней, применение этой технологии ограничено. Это связано с тем, что существуют этические вопросы и проблемы нормативно-правового урегулирования, связанные с генно-отредактированными продуктами и потенциальными нецелевыми эффектами CRISPR/Cas9, которые необходимо исследовать. Технология геномного редактирования активно развивается в мире. В России реализуется программа развития генетических технологий, рассчитанная на 2019–2027 гг. Основная цель программы состоит в комплексном решении задач ускоренного развития генетических технологий, в том числе технологий генетического редактирования. Получение результатов посредством геномного редактирования линий сельскохозяйственных животных с новыми улучшенными свойствами – один из целевых индикаторов программы. С использованием CRISPR/ Cas9 могут быть улучшены такие продуктивные характеристики свиней, как устойчивость к болезням, терморегуляция, повышение выхода и качества мяса.

1. Ларкина Т.А., Крутикова А.А., Козикова Л.В. Редактирование генома сельскохозяйственных животных с помощью технологии CRISPR/ Cas9 // Молочнохозяйственный вестник. 2018. № 3 (31). С. 24–35. DOI: 10.24411/2225-4269-2018-00018.

2. Яковлев А.Ф. Редактирование генома сельскохозяйственных животных // Генетика и разведение животных. 2018. № 2. С. 4–12.

3. Zhang J., Khazalwa E.M., Abkallo H.M., Zhou Y., Nie X., Ruan J., Zhao C., Wang J., Xu J., Li X., Zhao S., Zuo E., Steinaa L., Xie S. The advancements, challenges, and future implications of the CRISPR/Cas9 system in swine research // Journal of Genetics and Genomics. 2021. Vol. 48 (5). P. 347–360. DOI: 10.1016/j.jgg.2021.03.015.

4. Sharma V., Kaushik S., Kumar R., Yadav J.P., Kaushik S. Emerging trends of Nipah virus: A review // Reviews in medical virology. 2019. Vol. 29 (1). P. e2010. DOI: 10.1002/rmv.2010.

5. Choe Y.J., Jee Y., Takashima Y., Lee J.K. Japanese encephalitis in the Western Pacific region: implication from the Republic of Korea // Vaccine. 2020. Vol. 38 (13). P. 2760–2763. DOI: 10.1016/j.vaccine.2020.02.061.

6. Chen S.J. Minimizing off-target effects in CRIS-PR-Cas9 genome editing // Cell biology and toxicology. 2019. Vol. 35 (5). P. 399–401. DOI: 10.1007/s10565-019-09486-4.

7. Knott G.J., Doudna J.A. CRISPR-Cas guides the future of genetic engineering // Science. 2018. Vol. 361 (6405). P. 866–869. DOI: 10.1126/science.aat5011.

8. Liu J., Pan M., Huang D., Guo Y., Yang M., Zhang W., Mai K. Myostatin-1 inhibits cell proliferation by inhibiting the mTOR signal pathway and MRFs, and activating the ubiquitin-proteasomal system in skeletal muscle cells of Japanese Flounder Paralichthys olivaceus // Cells. 2020. Vol. 9 (11). P. 2376. DOI: 10.3390/cells9112376.

9. Xiang G., Ren J., Hai T., Fu R., Yu D., Wang J., Li W., Wang H., Zhou Q. Editing porcine IGF2 regulatory element improved meat production in Chinese Bama pigs // Cellular and Molecular Life Sciences. 2018. Vol. 75. P. 4619–4628. DOI: 10.1007/s00018-018-2917-6.

10. Liu X., Liu H., Wang M., Li R., Zeng J., Mo D., Cong P., Liu X., Chen Y., He Z. Disruption of the ZBED6 binding site in intron 3 of IGF2 by CRISPR/Cas9 leads to enhanced muscle development in Liang Guang Small Spotted pigs // Transgenic research. 2019. Vol. 28. P. 141–150. DOI: 10.1007/s11248-018-0107-9.

11. Younis S., Schonke M., Massart J., Hjortebjerg R., Sundstrom E., Gustafson U., Bjornholm M., Krook A., Frystyk J., Zierath J.R. The ZBED6–IGF2 axis has a major effect on growth of skeletal muscle and internal organs in placental mammals // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2018. Vol. 115 (9). P. E2048–E2057. DOI: 10.1073/pnas.1719278115.

12. Wang D., Pan D., Xie B., Wang S., Xing X., Liu X., Ma Y., Andersson L., Wu J., Jiang L. Porcine ZBED6 regulates growth of skeletal muscle and internal organs via multiple targets // PLoS Genetics. 2021. Vol. 17 (10). P. e1009862. DOI: 10.1371/journal.pgen.1009862.

13. Roesler A., Kazak L. UCP1-independent thermogenesis // Biochemical Journal. 2020. Vol. 477 (3). P. 709–725. DOI: 10.1042/BCJ20190463.

14. Pan J., Tao C., Cao C., Zheng Q., Lam S.M., Shui G., Liu X., Li K., Zhao J., Wang Y. Adipose lipidomics and RNA-Seq analysis revealed the enhanced mitochondrial function in UCP1 knock-in pigs // Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Molecular and Cell Biology of Lipids. 2019. Vol. 1864 (10). P. 1375–1383. DOI: 10.1016/j.bbalip.2019.06.017.

15. Zhang D., Shen L., Wu W., Liu K., Zhang J. Cloning and functional verification of a porcine adipose tissue-specific promoter // BMC genomics. 2022. Vol. 23 (1). P. 1–9. DOI: 10.1186/s12864-022-08627-0.

16. Stoian A., Rowland R.R., Petrovan V., Sheahan M., Samuel M.S., Whitworth M.K., Wells D.K., Zhang J., Beaton B., Cigan M., Prather S.R. The use of cells from ANPEP knockout pigs to evaluate the role of aminopeptidase N (APN) as a receptor for porcine deltacoronavirus (PDCoV) // Virology. 2020. Vol. 541. P. 136–140. DOI: 10.1016/j.virol.2019.12.007.

17. Luo L., Wang S., Zhu L., Fan B., Liu T., Wang L., Zhao P., Dang Y., Sun P., Chen J., Zhang Y., Chang X., Yu Z., Wang H., Guo R., Li B., Zhang K. Aminopeptidase N-null neonatal piglets are protected from transmissible gastroenteritis virus but not porcine epidemic diarrhea virus // Scientific reports. 2019. Vol. 9 (1). P. 1–10. DOI: 10.1038/s41598-019-49838-y.

18. Wang H., Shen L., Chen J., Liu X., Tan T., Hu Y., Bai X., Li Y., Tian K., Li N., Hu X. Deletion of CD163 exon 7 confers resistance to highly pathogenic porcine reproductive and respiratory viruses on pigs // International Journal of Biological Sciences. 2019. Vol. 15 (9). P. 1993. DOI: 10.7150/ijbs.34269.

19. Oh J., Choi K., Lee C. Multi-resistance strategy for viral diseases and in vitro short hairpin RNA verification method in pigs // Asian-Australasian journal of animal sciences. 2018. Vol. 31 (4). P. 489. DOI: 10.5713/ajas.17.0749.

20. Guo C., Wang M., Zhu Z., He S., Liu H., Liu X., Shi X., Tang T., Yu P., Zeng J., Yang L., Cao Y., Chen Y., Liu X., He Z. Highly efficient generation of pigs harboring a partial deletion of the CD163 SRCR5 domain, which are fully resistant to porcine reproductive and respiratory syndrome virus 2 infection // Frontiers in immunology. 2019. Vol. 10. P. 1846. DOI: 10.3389/fimmu.2019.01846.

21. Xie Z., Jiao H., Xiao H., Jiang Y., Liu Z., Qi C., Zhao D., Jiao S., Yu T., Tang X., Pang D., Ouyang H. Generation of pRSAD2 gene knock-in pig via CRISPR/Cas9 technology // Antiviral Research. 2020. Vol. 174. P. 104696. DOI: 10.1016/j.antiviral.2019.104696.