Действие экстрактивных веществ коры березы на рост микобактерий туберкулеза

С целью сокращения сроков индикации микобактерий из биоматериала предложен способ культивирования микобактерий с использованием в качестве стимулятора роста водного раствора бетулина. На начальном этапе исследований изучено влияние различных концентраций бетулина (от 100 до 0,195 мкг/мл) на скорость появления и интенсивность роста музейной культуры M. bovis штамм 14. Установлено, что при использовании бетулина в концентрации 3,12 мкг/мл появление первичного роста происходило в 2 раза быстрее (р < 0,001), чем в контрольных пробирках на среде Левенштейна-Йенсена. Интенсивность роста в опытных пробирках по сравнению с контролем также была достоверно выше в 2,6 раза на 14-е сутки и в 1,9 раза на 21-е. В последующем для отработки нового способа индикации микобактерий использовали музейные культуры M. bovis штамм 14, M. bovis штамм 8 с добавлением водного раствора бетулина в оптимальной концентрации на скос питательной среды перед посевом. Независимо от используемого штамма микобактерий при культивировании новым способом первичный рост культур бычьего вида отмечали в среднем на 4,5–4,8 сутки, интенсивный рост – на 14,4–16,1 сутки, превышая аналогичные показатели при применении традиционного метода на 1,3–2,2 раза (р ˂ 0,001). На заключительном этапе провели исследование проб биоматериала от экспериментально зараженных музейной культурой M. bovis штамм 14 морских свинок. После проведения предпосевной обработки биоматериал высевали традиционным способом на среду Левенштейна-Йенсена и новым способом с нанесением водного раствора бетулина в концентрации по 0,2 мл на скос питательной среды перед посевом. Установлено, что водный раствор бетулина в концентрации 3,12 мкг/мл повышает частоту выделения изолятов культур из биоматериала животных на 20%.

1. Баратов М.О., Гусейнова П.С. Диагностическое значение питательных сред для изолирования микобактерий. Горное сельское хозяйство. 2022; (4): 61–68. https://doi.org/10.25691/GSH.2022.4.013

2. Zaporojan N., Negrean R.A., Hodișan R., Zaporojan C., Csep A., Zaha D.C. Evolution of laboratory diagnosis of tuberculosis. Clinics and Practice. 2024; 14 (2): 388–416. https://doi.org/10.3390/clinpract14020030

3. Bernitz N., Kerr T.J., Goosen W.J., Chileshe J., Higgitt R.L., Roos E.O., Meiring C., Gumbo R., De Waal C., Clarke C., Smith K., Goldswain S., Sylvester T.T., Kleynhans L., Dippenaar A., Buss P.E., Cooper D.V., Lyashchenko K.P., Warren R.M., Van Helden P.D., Parsons S.D.C., Miller M.A. Review of diagnostic tests for detection of Mycobacterium bovis infection in South African wildlife. Frontiers in Veterinary Science. 2021; 8: 588697. https://doi.org/10.3389/fvets.2021.588697

4. Найманов А.Х., Калмыков В.М. Туберкулез животных: монография. СПб.; М.; Краснодар. https://doi.org/10.31016/978-5-8114-2792-5

5. Баратов М.О., Ахмедов М.М., Сакидибиров О.П., Гаджиев Б.М., Гусейнова П.С. Научная значимость и практическая эффективность питательных сред для изолирования микобактерий. Известия Дагестанского ГАУ. 2022; (2): 80–85.

6. Денгис Н.А., Новиков А.Н., Боганец Н.С. Особенности индикации микобактерий с использованием озона в современной лабораторной практике. Достижения науки и техники АПК. 2021; 35 (5): 55–58. https://doi.org/10.24411/0235-2451-2021-10509

7. Rodrigues da Costa R., Silva M.R., Augusto C.J., Gonçalves Leite I.C. Fast, simple and cheap: method modified from conventional cultivation for tuberculosis diagnosis allows seeding on Löwenstein-Jensen of any swab-embedded pulmonary samples decontaminated with sodium hydroxide. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. 2022; 116 (6): 523–530. https://doi.org/10.1093/trstmh/trab162

8. Ионина С.В., Донченко А.С. Использование стимуляторов роста природного происхождения при культивировании микобактерий туберкулеза. Ветеринария и кормление. 2024; (3): 61–64. https://doi.org/10.30917/ATTVK-1814-9588-2024-3-11

9. Денгис Н.А., Боганец Н.С. Лабораторная диагностика туберкулеза животных: монография. Омск, 2022.

10. Ларикова Ю.С., Маликова Н.А. Вторичные метаболиты лекарственных растений. Медицина. Социология. Философия. Прикладные исследования. 2022; (6): 138–141.

11. Takibayeva A.T., Zhumabayeva G.K., Bakibaev A.A., Demets O.V., Lyapunova M.V., Mamaeva E.A., Yerkassov R.S., Kassenov R.Z., Ibrayev M.K. Methods of analysis and identification of betulin and its derivatives. Molecules. 2023; 28 (16): 5946. https://doi.org/10.3390/molecules28165946

12. Сафина А.В., Зиатдинова Д.Ф., Назипова Л.Р., Сафин Р.Г., Валеев К.Г. Инженерная методика расчета установки извлечения бетулина из бересты березы. Известия вузов. Лесной журнал. 2024; (1): 195–207. https://doi.org/10.37482/0536-1036-2024-1-195-207

13. Demets O.V., Takibayeva A.T., Kassenov R.Z., Aliyeva M.R. Methods of betulin extraction from birch bark. Molecules. 2022; 27 (11): 3621. https://doi.org/10.3390/molecules27113621

14. Adepoju F.O., Duru K.C., Li E., Kovaleva E.G., Tsurkan M.V. Pharmacological potential of betulin as a multitarget compound. Biomolecules. 2023; 13 (7): 1105. https://doi.org/10.3390/biom13071105

15. Романцева Ю.Н. Усовершенствование питательной среды для культивирования M. bovis. Ветеринария. 2021; (10): 29–31. https://doi.org/10.30896/0042-4846.2021.24.10.29-31